Каналродопсин - Channelrhodopsin

Channelrhodopsins являются подсемейством ретинилиденовые белки (родопсины ), которые функционируют как светозависимые ионные каналы.[1] Они служат сенсорный фоторецепторы в одноклеточном зеленые водоросли, контролируя фототаксис: движение в ответ на свет.[2] Экспрессируемые в клетках других организмов, они позволяют свету управлять электрическая возбудимость, внутриклеточный кислотность, кальций приток и другие клеточные процессы (см. оптогенетика ). Каналродопсин-1 (ChR1) и каналродопсин-2 (ChR2) из ​​модельного организма Хламидомонада Reinhardtii являются первыми обнаруженными канальными родопсинами. Были клонированы варианты из других видов водорослей, и ожидается их появление.

Структура

Кристаллическая структура канального родопсина. PDB 3ug9[3]

По структуре канальцевые родопсины являются ретинилиденовые белки. Они есть семимембранные белки подобно родопсин, и содержат светоизомеризуемые хромофор все-транс -сетчатка (ан альдегид производная из витамин А ). Хромофор сетчатки ковалентно связан с остальным белком через протонированный База Шиффа. В то время как большинство 7-трансмембранных белков являются G-белковые рецепторы которые открывают другие ионные каналы косвенно через вторые мессенджеры (т.е. они метаботропный ), канальные родопсины непосредственно образуют ионные каналы (т.е. ионотропный ).[4] Это делает клеточную деполяризацию чрезвычайно быстрой, надежной и полезной для приложений биоинженерии и нейробиологии, в том числе фотостимуляция.

Функция

Схема конструкции слияния ChR2-RFP

Природный («дикого типа») ChR2 поглощает синий свет с поглощением и спектр действия максимум при 480 нм.[5] Когда все-транс-ретинальный комплекс поглощает фотон, он вызывает конформационные изменения от всех -транс к 13-СНГ-ретинальный. Это изменение вводит еще один в трансмембранный белок, открывая поры по крайней мере до 6 Å. В течение миллисекунд сетчатка возвращается в полностью трансформированную форму, закрывая поры и останавливая поток ионов.[4] Большинство природных канальных родопсинов неспецифичны. катион каналы, проводящие H+, Na+, К+, а Са2+ ионы. Недавно, анионпроводящий канал родопсины были обнаружены.[6]

Конструктор-канал родопсинов

Каналродопсины являются ключевыми инструментами в оптогенетика. В C-терминал конец канала родопсина-2 распространяется во внутриклеточное пространство и может быть заменен флуоресцентные белки не влияя на функцию канала. Этот вид конструкция слияния может быть полезно для визуализации морфологии клеток, экспрессирующих ChR2.[7][8] Точечные мутации близко к связывающему карману сетчатки, как было показано, влияют на биофизические свойства канала родопсина, что приводит к множеству различных инструментов.

Кинетика

Закрытие канала после оптической активации можно существенно отсрочить путем мутации белковых остатков C128 или D156. Эта модификация приводит к получению сверхчувствительных каналов родопсинов, которые могут открываться синим световым импульсом и закрываться зеленым или желтым световым импульсом (ступенчатые опсины).[9][10][11] Мутация остатка E123 ускоряет кинетику канала (ChETA), и полученные в результате мутанты ChR2 были использованы для спайк-нейронов с частотой до 200 Гц.[12] В общем, родопсины с медленной кинетикой более светочувствительны на уровне популяции, так как открытые каналы со временем накапливаются даже при слабом освещении.

Амплитуда фототока

Мутанты H134R и T159C демонстрируют повышенные фототоки, а комбинация T159 и E123 (ET / TC) имеет немного большие фототоки и немного более быструю кинетику, чем ChR2 дикого типа.[13] Среди вариантов ChR, ChIEF, химера и точечный мутант ChR1 и ChR2, демонстрирует наибольшие фототоки и наименьшую десенсибилизацию и имеет кинетику, аналогичную ChR2 дикого типа.[14]

Длина волны

Химерные канальные родопсины были разработаны путем объединения трансмембранных спиралей из ChR1 и VChR1, что привело к развитию ChR с красными спектральными сдвигами (таких как C1V1 и ReaChR).[11][15] ReaChR улучшает мембранный транспорт и сильную экспрессию в клетках млекопитающих и используется для минимально инвазивной транскраниальной активации ствола мозга. мотонейроны. Поиски гомологичных последовательностей у других организмов дали спектрально улучшенные и более сильные красносмещенные канальродпсины (Chrimson).[16] В сочетании с ChR2 эти желто-красные светочувствительные канальные родопсины позволяют независимо контролировать две популяции нейронов с помощью световых импульсов разного цвета.[17]

Родопсин с синим смещением был обнаружен в водорослях. Scherffelia dubia. После некоторых разработок, направленных на улучшение движения и скорости мембран, полученный инструмент (CheRiff) произвел большие фототоки при возбуждении 460 нм.[18] Он был объединен с генетически закодированным индикатором кальция jRCaMP1b. [19] в полностью оптической системе под названием OptoCaMP.[20]

Ионная селективность

Мутация L132C (CatCh) увеличивает проницаемость для кальция и генерирует очень большие токи.[21] Мутация E90 в положительно заряженную аминокислоту аргинин превращает каналродопсин из неспецифического катионного канала в хлорид-проводящий канал (ChloC).[22] Селективность по Cl- была дополнительно улучшена за счет замены отрицательно заряженных остатков в поре канала, что сделало обратный потенциал более отрицательный.[23][24] Селективный родопсины, проводящие хлорид (iChloC, iC ++, GtACR) подавляют выброс нейронов в культуре клеток и у интактных животных при освещении синим светом.

Приложения

Каналродопсины могут легко экспрессироваться в возбудимых клетках, таких как нейроны используя различные методы трансфекции (вирусные трансфекция, электропорация, генная пушка ) или же трансгенные животные. Светопоглощающий пигмент сетчатка присутствует в большинстве клеток (из позвоночные ) в качестве Витамин А, что позволяет фотостимулировать нейроны без добавления каких-либо химических соединений. До открытия канальных родопсинов нейробиологи ограничивались запись активность нейронов головного мозга и соотносить это действие с поведением. Этого недостаточно, чтобы доказать, что записанная нейронная активность действительно вызванный такое поведение. Управление сетями генетически модифицированных клеток с помощью света, новая область, известная как Оптогенетика., позволяет исследователям теперь исследовать причинный связь между активностью в определенной группе нейронов и психические события, например принимать решение. Оптический контроль поведения был продемонстрирован у нематод, плодовых мух, рыбок данио и мышей.[25][26] Недавно, родопсины, проводящие хлорид были спроектированы и обнаружены в природе.[6][22] Эти инструменты можно использовать, чтобы заставить замолчать нейроны в культуре клеток и у живых животных. подавление шунтирования.[23][24]

Использование нескольких цветов света расширяет возможности оптогенетический эксперименты. ChR2, чувствительный к синему свету, и хлоридный насос, активируемый желтым светом галородопсин вместе обеспечивают многоцветную оптическую активацию и подавление нервной активности.[27][28] ВЧР1 из колониальной водоросли Volvox carteri максимально поглощает при 535 нм и использовался для стимуляции клеток желтым светом (580 нм), хотя фототоки, генерируемые VChR1, обычно очень малы.[29] Однако гибриды ВЧР1-ХР2 были разработаны с использованием направленная эволюция которые отображают максимальное возбуждение при 560 нм и 50% пикового поглощения при длинах волн более 600 нм.[15][30]

Использование флуоресцентно меченного ChR2, стимулированного светом аксоны и синапсы можно идентифицировать.[8] Это полезно для изучения молекулярных событий во время индукции синаптическая пластичность.[31] Трансфицированный культивируемые нейронные сети можно стимулировать к выполнению некоторых желаемых действий для приложений в робототехнике и управлении.[32] ChR2 также использовался для сопоставления дальнодействующих соединений от одной стороны мозга к другой и для сопоставления пространственного расположения входных сигналов на дендритном дереве отдельных нейронов.[33][34]

Зрительная функция у слепых мышей может быть частично восстановлена ​​путем экспрессии ChR2 во внутренних клетках сетчатки.[35][36] В будущем ChR2 может найти применение в медицине, например при формах дегенерации сетчатки или при стимуляция глубокого мозга. Оптический кохлеарные имплантаты было показано, что они хорошо работают в экспериментах на животных и могут привести к первому применению оптогенетика у пациентов-людей.[37][38][39]

История

Подвижность и фотоориентация микроводорослей (фототаксис ) изучались более ста лет во многих лабораториях по всему миру.

В 1980 году Кен Фостер разработал первую последовательную теорию о функции глаз водорослей.[40] Он также проанализировал опубликованные спектры действия и дополнил слепые клетки сетчаткой и аналогами сетчатки, что привело к выводу, что фоторецептор для реакции подвижности у Chlorophyceae является родопсин.[41]

Фототоки Chlorophyceae Heamatococcus pluvialis и Хламидомонада Reinhardtii много лет изучались в группах Олега Синещекова и Петер Хегеманн, в результате чего были выпущены две основополагающие публикации в 1978 и 1991 годах.[42][43] Основываясь на спектроскопии действия и одновременной регистрации фототоков и биений жгутиков, было определено, что токи фоторецепторов и последующие движения жгутиков опосредуются родопсином и контролируют фототаксис и фотофобные реакции. Чрезвычайно быстрое нарастание тока фоторецепторов после короткой вспышки света привело к выводу, что родопсин и канал тесно связаны в белковый комплекс или даже внутри одного белка.[44][45]

Однако биохимическая очистка родопсин-фоторецептора (ов) в течение многих лет была безуспешной.

Нуклеотидные последовательности родопсинов, которые теперь называются канальными родопсинами ChR1 и ChR2, были наконец обнаружены в крупномасштабном исследовании. стандартное восточное время секвенирование проекта в C. reinhardtii. Самостоятельное представление одинаковых последовательностей в GenBank три исследовательские группы вызвали путаницу в их названии: Имена коп-3 и коп-4 были использованы для первоначального представления группой Хегеманна;[46] csoA и csoB группой Спудича;[2] и акоп-1 и акоп-2 группы Такахаши.[47] Обе последовательности функционировали как однокомпонентные светоактивируемые катионные каналы в Xenopus ооциты и клетки почек человека (HEK) Георга Нагеля, Эрнста Бамберга, Петера Хегеманна и других.[1][4]

Название «каналродопсин» было придумано, чтобы подчеркнуть это необычное свойство, и последовательности были соответственно переименованы. Между тем их роль в генерации фоторецепторных токов в клетках водорослей охарактеризовали Олег Синещеков, Кванг-Хван Юнг и Джон Спудич,[2] и Питер Бертольд и Питер Хегеманн.[48]

В ноябре 2004 г. Чжо-Хуа Пан представил документ Природа сообщая о восстановлении зрения у слепых мышей, трансфицированных каналомодопсином,[нужна цитата ] но статья была отклонена[нужна цитата ] и в конечном итоге опубликовано в Нейрон в 2006 году.[нужна цитата ]

Между тем, в 2005 году три группы последовательно создали ChR2 как инструмент для генетически прицельное оптическое дистанционное управление (оптогенетика ) из нейроны, нейронные цепи и поведение.

Во-первых, Карл Дейссерот Лаборатория (в статье, опубликованной в августе 2005 г.) продемонстрировала, что ChR2 может быть использован для контроля млекопитающее нейроны in vitro, достигая временной точности порядка миллисекунд (как с точки зрения задержки пиков, так и с точки зрения временного джиттера).[7] Это было важным открытием, поскольку, во-первых, все опсины (микробные и позвоночные) требуют сетчатка как светочувствительный кофактор, и было неясно, будут ли центральные нервные клетки млекопитающих содержать достаточные уровни в сетчатке, но они содержат; во-вторых, он показал, несмотря на небольшую одноканальную проводимость, достаточную эффективность, чтобы управлять нейронами млекопитающих выше порога потенциала действия; и, в-третьих, он продемонстрировал, что каналродопсин является первым оптогенетическим инструментом, с помощью которого нейронная активность может контролироваться с временной точностью, с которой работают нейроны (миллисекунды). Более ранний инструмент для фотостимуляции, cHARGe, продемонстрировал доказательство принципа действия на культивируемых нейронах.[49] но никогда не использовался другими группами, так как работал с точностью порядка секунд, сильно изменялся и не позволял контролировать отдельные потенциалы действия.

Второе исследование было опубликовано позже группами Питера Хегеманна и Стефана Герлитце, подтвердившего способность ChR2 контролировать активность позвоночное животное нейроны, в это время в спинном мозге цыпленка.[50] Это исследование было первым, в котором ChR2 экспрессировался вместе с оптическим глушителем, позвоночные родопсин -4 в данном случае, впервые демонстрируя, что возбудимые клетки можно активировать и заставить замолчать, используя эти два инструмента одновременно, освещая ткань на разных длинах волн.

Группы Александра Готтшалка и Эрнста Бамберга (с Георгом Нагелем, возглавляющим эксперимент) продемонстрировали, что ChR2, если он экспрессируется в определенных нейронах или мышечных клетках, может вызывать предсказуемое поведение, то есть может управлять нервной системой интактного животного, в данном случае беспозвоночный C. elegans.[51] Это было первое использование ChR2 для управления поведением животного в оптогенетическом эксперименте, при котором генетически определенный тип клеток подвергался оптическому дистанционному контролю. Хотя оба аспекта были проиллюстрированы ранее в том же году другой группой, Miesenböck лаборатория, развертывающая ионный канал с косвенным освещением P2X2,[52] Отныне именно микробные опсины, такие как каналродопсин, доминировали в области генетически нацеленного дистанционного управления возбудимыми клетками благодаря мощности, скорости, целенаправленности, простоте использования и временной точности прямой оптической активации, не требующей каких-либо внешних химических соединений, таких как клетки лиганды.[53]

Чтобы преодолеть его основные недостатки - небольшую одноканальную проводимость (особенно в установившемся режиме), ограничение одной оптимальной длиной волны возбуждения (~ 470 нм, синий цвет), а также относительно длительное время восстановления, не позволяющее контролируемое срабатывание нейронов выше 20–40 Гц - ChR2 оптимизирован с использованием генная инженерия. А точечная мутация H134R (замена аминокислоты гистидина в положении 134 нативного белка на аргинин) привел к увеличению стационарной проводимости, как описано в статье 2005 г., в которой также установлено, что ChR2 является оптогенетическим инструментом в C. elegans.[51] В 2009, Роджер Цзянь Лаборатория оптимизировала ChR2 для дальнейшего увеличения стабильной проводимости и резко снизила десенсибилизацию за счет создания химер ChR1 и ChR2 и мутации определенных аминокислот, в результате чего были получены ChEF и ChIEF, что позволило управлять цепями потенциалов действия до 100 Гц.[14][54] В 2010 году группы Hegemann и Deisseroth ввели мутацию E123T в нативный ChR2, в результате чего был получен ChETA, который имеет более быстрое включение и выключение.кинетика, позволяющий контролировать индивидуальные потенциалы действия на частотах до 200 Гц (в соответствующих типах ячеек).[12][14]

Группы Hegemann и Deisseroth также обнаружили, что введение точечной мутации C128S делает полученное ChR2-производное инструментом ступенчатой ​​функции: после «включения» синим светом ChR2 (C128S) остается в открытом состоянии до тех пор, пока не будет переключен. выключено желтым светом - модификация, которая ухудшает временную точность, но увеличивает светочувствительность на два порядка.[9] Они также обнаружили и охарактеризовали VChR1 в многоклеточных водорослях. Volvox carteri. ВЧР1 производит только крошечные фототоки, но со спектром поглощения, который смещен в красную сторону относительно ChR2.[29] Используя части последовательности ChR1, позже была улучшена амплитуда фототока, что позволило возбуждать две популяции нейронов на двух разных длинах волн.[11]

Группа Деиссерота впервые применила множество приложений для живых животных, таких как генетически нацеленный пульт дистанционного управления в грызуны in vivo,[55] оптогенетическая индукция обучения у грызунов,[56] экспериментальное лечение болезнь Паркинсона у крыс,[57][58] и сочетание с фМРТ (опто-фМРТ).[59] Другие лаборатории первыми использовали комбинацию стимуляции ChR2 с кальциевой визуализацией для полностью оптических экспериментов.[8] картирование дальнего[33] и местные[60] нейронные цепи, экспрессия ChR2 из трансгенного локуса - непосредственно[61] или в Cre-lox условная парадигма[60] - так же хорошо как двухфотонный возбуждение ChR2, позволяющее активировать отдельные клетки.[62][63][64]

В марте 2013 года премия Brain Prize (Европейская премия Греты Лундбек) была присуждена Бамбергу, Бойдену, Дайссероту, Хегеману, Мизенбёку и Нагелю за «их изобретение и усовершенствование оптогенетики».[65] В том же году Хегеманн и Нагель получили Премия Луи-Жанте в области медицины за «открытие канального родопсина». В 2015 году Бойден и Дейссерот получили Премия за прорыв в области наук о жизни а в 2020 году Мизенбёк, Хегеманн и Нагель получили Премия Шоу в области наук о жизни и медицине для развития оптогенетики.

Рекомендации

  1. ^ а б Нагель Г., Оллиг Д., Фурманн М., Катерия С., Мусти А. М., Бамберг Е., Хегеманн П. (июнь 2002 г.). «Каналродопсин-1: светозащитный протонный канал в зеленых водорослях». Наука. 296 (5577): 2395–8. Дои:10.1126 / science.1072068. PMID  12089443.
  2. ^ а б c Синещеков О.А., Юнг К.Х., Спудич Ю.Л. (июнь 2002 г.). «Два родопсина опосредуют фототаксис низкой и высокой интенсивности света у Chlamydomonas reinhardtii». Proc. Natl. Акад. Sci. СОЕДИНЕННЫЕ ШТАТЫ АМЕРИКИ. 99 (13): 8689–94. Дои:10.1073 / pnas.122243399. ЧВК  124360. PMID  12060707.
  3. ^ Като Х.Е., Чжан Ф., Ижар О, Рамакришнан С., Нишизава Т., Хирата К., Ито Дж., Айта Й, Цукадзаки Т., Хаяси С., Хегеманн П., Матурана А.Д., Ишитани Р., Дейссерот К., Нуреки О. (февраль 2012 г.). «Кристаллическая структура светозависимого катионного канала родопсина». Природа. 482 (7385): 369–74. Дои:10.1038 / природа10870. ЧВК  4160518. PMID  22266941.
  4. ^ а б c Нагель Г., Селлас Т., Хун В., Катерия С., Адеишвили Н., Бертольд П., Оллиг Д., Хегеманн П., Бамберг Е. (ноябрь 2003 г.). «Каналродопсин-2, катион-селективный мембранный канал с прямым светоуправлением». Proc. Natl. Акад. Sci. СОЕДИНЕННЫЕ ШТАТЫ АМЕРИКИ. 100 (24): 13940–5. Дои:10.1073 / пнас.1936192100. ЧВК  283525. PMID  14615590.
  5. ^ Баманн С., Кирш Т., Нагель Г., Бамберг Е. (январь 2008 г.). «Спектральные характеристики фотоцикла канала родопсина-2 и его значение для функции канала». J. Mol. Биол. 375 (3): 686–94. Дои:10.1016 / j.jmb.2007.10.072. PMID  18037436.
  6. ^ а б Говорунова Е.Г., Синещеков О.А., Янц Р., Лю X, Спудич Ю.Л. (2015). «Естественные светозащитные анионные каналы: семейство микробных родопсинов для продвинутой оптогенетики». Наука. 349 (6248): 647–650. Дои:10.1126 / science.aaa7484. ЧВК  4764398. PMID  26113638.
  7. ^ а б Бойден Э.С., Чжан Ф., Бамберг Э., Нагель Дж., Дейссерот К. (сентябрь 2005 г.). «В миллисекундах, генетически направленный оптический контроль нейронной активности». Nat. Неврологи. 8 (9): 1263–8. Дои:10.1038 / nn1525. PMID  16116447.
  8. ^ а б c Чжан Ю.П., Эртнер Т.Г. (февраль 2007 г.). «Оптическая индукция синаптической пластичности с помощью светочувствительного канала». Nat. Методы. 4 (2): 139–41. Дои:10.1038 / nmeth988. PMID  17195846.
  9. ^ а б Берндт А., Йижар О, Гунайдин Л.А., Хегеманн П., Дейссерот К. (февраль 2009 г.). «Бистабильные переключатели состояния нейронов». Nat. Неврологи. 12 (2): 229–34. Дои:10.1038 / №2247. PMID  19079251.
  10. ^ Шененбергер П., Героса Д., Эртнер Т.Г. (2009). «Временной контроль немедленной индукции ранних генов светом». PLoS ONE. 4 (12): e8185. Дои:10.1371 / journal.pone.0008185. ЧВК  2780714. PMID  19997631.
  11. ^ а б c Ижар О, Фенно Л.Э, Пригге М., Шнайдер Ф., Дэвидсон Т.Дж., О'Ши Д.Д., Сохал В.С., Гошен И., Финкельштейн Дж., Паз Дж. Т., Штефест К., Фудим Р., Рамакришнан С., Хугенард Дж. Р., Хегеманн П., Дейссерот К. ( Сентябрь 2011 г.). «Неокортикальный баланс возбуждения / торможения при обработке информации и социальная дисфункция». Природа. 477 (7363): 171–8. Дои:10.1038 / природа10360. ЧВК  4155501. PMID  21796121.
  12. ^ а б Гунайдин Л.А., Ижар О., Берндт А., Сохал В.С., Дейссерот К., Хегеманн П. (март 2010 г.). «Сверхбыстрый оптогенетический контроль». Nat. Неврологи. 13 (3): 387–92. Дои:10.1038 / № 2495. PMID  20081849.
  13. ^ Берндт А., Шененбергер П., Маттис Дж., Тай К.М., Деиссерот К., Хегеманн П., Эртнер Т.Г. (май 2011 г.). «Высокоэффективные канальные родопсины для быстрой нейрональной стимуляции при низкой освещенности». Труды Национальной академии наук Соединенных Штатов Америки. 108 (18): 7595–600. Дои:10.1073 / pnas.1017210108. ЧВК  3088623. PMID  21504945.
  14. ^ а б c Lin JY (январь 2011 г.). «Руководство пользователя по вариантам канального родопсина: особенности, ограничения и будущие разработки». Экспериментальная физиология. 96 (1): 19–25. Дои:10.1113 / expphysiol.2009.051961. ЧВК  2995811. PMID  20621963.
  15. ^ а б Лин Дж. Ю., Кнутсен П. М., Мюллер А., Кляйнфельд Д., Цзянь Р. Я. (октябрь 2013 г.). «ReaChR: вариант канала родопсина с красным смещением, обеспечивающий глубокое транскраниальное оптогенетическое возбуждение». Природа Неврология. 16 (10): 1499–508. Дои:10.1038 / номер 3502. ЧВК  3793847. PMID  23995068.
  16. ^ Клапоэтке NC, Мурата Y, Ким SS, Pulver SR, Birdsey-Benson A, Cho YK, Morimoto TK, Chuong AS, Carpenter EJ, Tian Z, Wang J, Xie Y, Yan Z, Zhang Y, Chow BY, Surek B, Мелконян М., Джаяраман В., Константин-Патон М., Вонг Г.К., Бойден Е.С. (март 2014 г.). «Независимое оптическое возбуждение различных нейронных популяций». Методы природы. 11 (3): 338–46. Дои:10.1038 / nmeth.2836. ЧВК  3943671. PMID  24509633.
  17. ^ Крючки BM, Lin JY, Guo C, Svoboda K (март 2015). «Двухканальное построение схемы выявляет сенсомоторную конвергенцию в первичной моторной коре». Журнал неврологии. 35 (10): 4418–26. Дои:10.1523 / JNEUROSCI.3741-14.2015. ЧВК  4355205. PMID  25762684.
  18. ^ Hochbaum DR, Zhao Y, Farhi SL, Klapoetke N, Werley CA, Kapoor V, Zou P, Kralj JM, Maclaurin D, Smedemark-Margulies N, Saulnier JL, Boulting GL, Straub C, Cho YK, Melkonian M, Wong GK, Харрисон Диджей, Мурти В.Н., Сабатини Б.Л., Бойден Е.С., Кэмпбелл Р.Э., Коэн А.Э. (август 2014 г.). «Полностью оптическая электрофизиология нейронов млекопитающих с использованием инженерных микробных родопсинов». Методы природы. 11 (8): 825–33. Дои:10,1038 / мес.3000. ЧВК  4117813. PMID  24952910.
  19. ^ Дана Х., Мохар Б., Сан Й., Нараян С., Гордус А., Хассеман Дж. П., Цегайе Г., Холт Г. Т., Ху А., Вальпита Д., Патель Р., Маклин Дж. Дж., Баргманн К. И., Аренс МБ, Шрайтер Е. Р., Джаяраман В., Лугер Л. Л. , Свобода К., Ким Д.С. (март 2016 г.). «Чувствительные индикаторы кальция красного белка для визуализации нервной активности». eLife. 5. Дои:10.7554 / eLife.12727. ЧВК  4846379. PMID  27011354.
  20. ^ Афшар Сабер W, Гаспароли FM, Диркс М.Г., Ганн-Мур Ф.Дж., Антковяк М (2018). «Полностью оптический анализ для изучения биологических нейронных сетей». Границы неврологии. 12: 451. Дои:10.3389 / fnins.2018.00451. ЧВК  6041400. PMID  30026684.
  21. ^ Kleinlogel S, Feldbauer K, Dempski RE, Fotis H, Wood PG, Bamann C, Bamberg E (апрель 2011 г.). «Сверхсветочувствительная и быстрая активация нейронов с Ca² + -проницаемым каналом родопсин CatCh» (PDF). Природа Неврология. 14 (4): 513–8. Дои:10.1038 / № 2776. PMID  21399632.
  22. ^ а б Wietek J, Wiegert JS, Adeishvili N, Schneider F, Watanabe H, Tsunoda SP, Vogt A, Elstner M, Oertner TG, Hegemann P (апрель 2014 г.). «Превращение канального родопсина в светозависимый хлоридный канал». Наука. 344 (6182): 409–12. Дои:10.1126 / science.1249375. PMID  24674867.
  23. ^ а б Wietek J, Beltramo R, Scanziani M, Hegemann P, Oertner TG, Wiegert JS (октябрь 2015 г.). «Улучшенный хлорид-проводящий канал родопсин для индуцированного светом ингибирования нейрональной активности in vivo». Научные отчеты. 5: 14807. Дои:10.1038 / srep14807. ЧВК  4595828. PMID  26443033.
  24. ^ а б Берндт А., Ли С.И., Витек Дж., Рамакришнан С., Штейнберг Э., Рашид А.Дж., Ким Х., Парк С., Санторо А., Франкланд П.В., Айер С.М., Пак С., Эрлунд-Рихтер С., Delp SL, Маленка Р.С., Джосселин С.А., Карлен М., Хегеманн П., Дейссерот К. (январь 2016 г.). «Структурные основы оптогенетики: детерминанты канальной селективности по иону родопсина». Труды Национальной академии наук Соединенных Штатов Америки. 113 (4): 822–9. Дои:10.1073 / pnas.1523341113. ЧВК  4743797. PMID  26699459.
  25. ^ Douglass AD, Kraves S, Deisseroth K, Schier AF, Engert F (август 2008 г.). «Ускользающее поведение, вызванное одиночными спайками, вызванными родопсином-2 в соматосенсорных нейронах рыбок данио». Curr. Биол. 18 (15): 1133–7. Дои:10.1016 / j.cub.2008.06.077. ЧВК  2891506. PMID  18682213.
  26. ^ Хубер Д., Петряну Л., Гитани Н., Ранаде С., Громадка Т., Майнен З., Свобода К. (январь 2008 г.). «Редкая оптическая микростимуляция в коре головного мозга способствует усвоению поведения у свободно перемещающихся мышей». Природа. 451 (7174): 61–4. Дои:10.1038 / природа06445. ЧВК  3425380. PMID  18094685.
  27. ^ Хан X, Бойден ES (2007). «Многоцветная оптическая активация, подавление и десинхронизация нейронной активности с временным разрешением в виде одного спайка». PLoS ONE. 2 (3): e299. Дои:10.1371 / journal.pone.0000299. ЧВК  1808431. PMID  17375185.
  28. ^ Zhang F, Wang LP, Brauner M, Liewald JF, Kay K, Watzke N, Wood PG, Bamberg E, Nagel G, Gottschalk A, Deisseroth K (апрель 2007 г.). «Мультимодальный быстрый оптический опрос нейронных схем». Природа. 446 (7136): 633–9. Дои:10.1038 / природа05744. PMID  17410168.
  29. ^ а б Zhang F, Prigge M, Beyrière F, Tsunoda SP, Mattis J, Yizhar O, Hegemann P, Deisseroth K (июнь 2008 г.). «Оптогенетическое возбуждение с красным смещением: инструмент для быстрого нейронного контроля, полученный из Volvox carteri». Nat. Неврологи. 11 (6): 631–3. Дои:10.1038 / № 2120. ЧВК  2692303. PMID  18432196.
  30. ^ Ижар О, Фенно Л.Э, Пригге М., Шнайдер Ф., Дэвидсон Т.Дж., О'Ши Д.Д., Сохал В.С., Гошен И., Финкельштейн Дж., Паз Дж. Т., Штефест К., Фудим Р., Рамакришнан С., Хугенард Дж. Р., Хегеманн П., Дейссерот К. ( Июль 2011 г.). «Неокортикальный баланс возбуждения / торможения при обработке информации и социальная дисфункция». Природа. 477 (7363): 171–8. Дои:10.1038 / природа10360. ЧВК  4155501. PMID  21796121.
  31. ^ Чжан Ю.П., Холбро Н., Эртнер Т.Г. (август 2008 г.). «Оптическая индукция пластичности в отдельных синапсах показывает накопление alphaCaMKII в зависимости от входа». Proc. Natl. Акад. Sci. СОЕДИНЕННЫЕ ШТАТЫ АМЕРИКИ. 105 (33): 12039–44. Дои:10.1073 / pnas.0802940105. ЧВК  2575337. PMID  18697934.
  32. ^ Xu Z, Ziye X, Craig H, Silvia F (декабрь 2013 г.). Непрямое обучение на основе шипов виртуального насекомого, управляемого нейронной сетью. Решение и контроль IEEE. С. 6798–6805. CiteSeerX  10.1.1.671.6351. Дои:10.1109 / CDC.2013.6760966. ISBN  978-1-4673-5717-3.
  33. ^ а б Петряну Л., Хубер Д., Собчик А., Свобода К. (май 2007 г.). "Каналродопсин-2-ассистированное схематическое картирование длинных мозолистых проекций". Nat. Неврологи. 10 (5): 663–8. Дои:10.1038 / nn1891. PMID  17435752.
  34. ^ Петряну Л., Мао Т., Стернсон С.М., Свобода К. (февраль 2009 г.). «Субклеточная организация нервных связей неокортекса».. Природа. 457 (7233): 1142–5. Дои:10.1038 / природа07709. ЧВК  2745650. PMID  19151697.
  35. ^ Би А., Цуй Дж., Ма Ю.П., Ольшевская Е., Пу М., Дижур А.М., Пан Ж.Х. (апрель 2006 г.). «Эктопическая экспрессия родопсина микробного типа восстанавливает зрительные реакции у мышей с дегенерацией фоторецепторов». Нейрон. 50 (1): 23–33. Дои:10.1016 / j.neuron.2006.02.026. ЧВК  1459045. PMID  16600853.
  36. ^ Lagali PS, Balya D, Awatramani GB, Münch TA, Kim DS, Busskamp V, Cepko CL, Roska B (июнь 2008 г.). «Активируемые светом каналы, нацеленные на ON биполярные клетки, восстанавливают зрительную функцию при дегенерации сетчатки». Nat. Неврологи. 11 (6): 667–75. Дои:10.1038 / нн.2117. PMID  18432197.
  37. ^ Hernandez VH, Gehrt A, Reuter K, Jing Z, Jeschke M, Mendoza Schulz A, Hoch G, Bartels M, Vogt G, Garnham CW, Yawo H, Fukazawa Y, Augustine GJ, Bamberg E, Kügler S, Salditt T., de Хоз Л., Стренцке Н., Мозер Т. (февраль 2014 г.). «Оптогенетическая стимуляция слухового пути». J Clin Invest. 124 (3): 1114–29. Дои:10.1172 / JCI69050. ЧВК  3934189. PMID  24509078.
  38. ^ Магер Т., Лопес де ла Морена Д., Сенн В., Шлотте Дж., Д'Эррико А., Фельдбауэр К., Вробель К., Юнг С., Боденсик К., Ранкович В., Браун Л., Хуэт А., Юттнер Дж., Вуд П. Г., Летцкус Дж. Дж., Мозер Т., Бамберг Э (май 2018 г.). «Высокочастотный нервный импульс и звуковая сигнализация с помощью сверхбыстрой оптогенетики с красным смещением». Nat Commun. 9 (1): 1750. Дои:10.1038 / s41467-018-04146-3. ЧВК  5931537. PMID  29717130.
  39. ^ Кеппелер Д., Мартинс Мерино Р., Лопес де ла Морена Д., Бали Б., Хуэт А. Т., Герт А., Вробель С., Субраманиан С., Домбровски Т., Вольф Ф., Ранкович В., Ниф А., Мозер Т. (2018). «Сверхбыстрая оптогенетическая стимуляция слухового пути с помощью оптимизированных для нацеливания Chronos». EMBO J. 37 (24): e99649. Дои:10.15252 / embj.201899649. ЧВК  6293277. PMID  30396994.
  40. ^ Фостер К.В., Смит Р. (1980). «Световые антенны в фототактических водорослях». Микробиологические обзоры. 44 (4): 572–630. ЧВК  373196. PMID  7010112.
  41. ^ Фостер К.В., Саранак Дж., Патель Н., Зарилли Дж., Окабе М., Клайн Т., Наканиши К. (октябрь 1984 г.). «Родопсин является функциональным фоторецептором фототаксиса у одноклеточных эукариот Chlamydomonas». Природа. 311 (5988): 489–491. Дои:10.1038 / 311756a0. PMID  6493336.
  42. ^ Литвин Ф.Ф., Синещеков О.А., Синещеков В.А. (1978). «Электрический потенциал фоторецептора в фототаксисе водоросли Haematococcus pluvialis». Природа. 271 (5644): 476–478. Дои:10.1038 / 271476a0. PMID  628427.
  43. ^ Харц Х., Хегеманн П. (июнь 1991 г.). «Регулируемые родопсином кальциевые токи у хламидомонады». Природа. 351 (6326): 489–491. Дои:10.1038 / 351489a0.
  44. ^ Холланд Э.М., Браун Ф. Дж., Нонненгассер С., Харц Х., Хегеманн П. (февраль 1996 г.). «Природа фототоков, запускаемых родопсином, у хламидомонад. I. Кинетика и влияние двухвалентных ионов». Биофиз. J. 70 (2): 924–931. Дои:10.1016 / S0006-3495 (96) 79635-2. ЧВК  1224992. PMID  8789109.
  45. ^ Браун Ф. Дж., Хегеманн П. (март 1999 г.). «Две активируемые светом проводимости в глазу зеленой водоросли Volvox carteri». Биофиз. J. 76 (3): 1668–1778. Дои:10.1016 / S0006-3495 (99) 77326-1. ЧВК  1300143. PMID  10049347.
  46. ^ Катерия, С. Фурманн, М. Хегеманн, П .: Прямое представление: ген ретинального связывающего белка (cop4) Chlamydomonas reinhardtii; GenBank инвентарный номер AF461397
  47. ^ Сузуки Т., Ямасаки К., Фудзита С., Ода К., Исэки М., Йошида К., Ватанабэ М., Дайясу Х., Тох Х, Асамизу Е., Табата С., Миура К., Фукузава Х, Накамура С., Такахаши Т. (февраль 2003 г.). «Родопсины архейного типа у Chlamydomonas: модельная структура и внутриклеточная локализация». Biochem. Биофиз. Res. Сообщество. 301 (3): 711–7. Дои:10.1016 / S0006-291X (02) 03079-6. PMID  12565839.
  48. ^ Бертольд П., Цунода С.П., Эрнст О.П., Магес В., Градманн Д., Хегеманн П. (июнь 2008 г.). «Каналродопсин-1 инициирует фототаксис и фотофобные реакции у хламидомонады за счет немедленной световой деполяризации». Растительная клетка. 20 (6): 1665–1677. Дои:10.1105 / tpc.108.057919. ЧВК  2483371. PMID  18552201.
  49. ^ Земельман Б.В., Ли Г.А., Нг М., Мизенбек Г. (январь 2002 г.). «Селективная фотостимуляция генетически заряженных нейронов». Нейрон. 33 (1): 15–22. Дои:10.1016 / S0896-6273 (01) 00574-8. PMID  11779476.
  50. ^ Ли Х, Гутьеррес Д.В., Хэнсон М.Г., Хан Дж., Марк М.Д., Чиль Х., Хегеманн П., Ландмессер Л.Т., Херлитце С. (декабрь 2005 г.). «Быстрая неинвазивная активация и ингибирование нейронной и сетевой активности родопсином позвоночных и каналом родопсина зеленых водорослей». Proc. Natl. Акад. Sci. СОЕДИНЕННЫЕ ШТАТЫ АМЕРИКИ. 102 (49): 17816–21. Дои:10.1073 / pnas.0509030102. ЧВК  1292990. PMID  16306259.
  51. ^ а б Нагель Г., Браунер М., Левальд Дж. Ф., Адеишвили Н., Бамберг Е., Готтшалк А. (декабрь 2005 г.). «Световая активация канала родопсина-2 в возбудимых клетках Caenorhabditis elegans вызывает быстрые поведенческие реакции». Curr. Биол. 15 (24): 2279–84. Дои:10.1016 / j.cub.2005.11.032. PMID  16360690.
  52. ^ Lima SQ, Miesenböck G (апрель 2005 г.). «Дистанционное управление поведением посредством генетически направленной фотостимуляции нейронов». Клетка. 121 (1): 141–52. Дои:10.1016 / j.cell.2005.02.004. PMID  15820685.
  53. ^ Zhang F, Wang LP, Boyden ES, Deisseroth K (октябрь 2006 г.). «Каналродопсин-2 и оптический контроль возбудимых клеток». Nat. Методы. 3 (10): 785–92. Дои:10.1038 / nmeth936. PMID  16990810.
  54. ^ Lin JY, Lin MZ, Steinbach P, Tsien RY (март 2009 г.). «Характеристика сконструированных вариантов канального родопсина с дальнейшим улучшением фототоков и кинетики». Биофиз. J. 96 (5): 1803–14. Дои:10.1016 / j.bpj.2008.11.034. ЧВК  2717302. PMID  19254539.
  55. ^ Adamantidis AR, Zhang F, Aravanis AM, Deisseroth K, de Lecea L (ноябрь 2007 г.). «Нейронные субстраты пробуждения, исследованные с оптогенетическим контролем гипокретиновых нейронов». Природа. 450 (7168): 420–4. Дои:10.1038 / природа06310. ЧВК  6744371. PMID  17943086.
  56. ^ Цай ХК, Чжан Ф., Адамантидис А., Стубер Г.Д., Бончи А., де Лесеа Л., Дейссерот К. (май 2009 г.). «Фазовое возбуждение в дофаминергических нейронах достаточно для поведенческой обусловленности». Наука. 324 (5930): 1080–4. Дои:10.1126 / science.1168878. ЧВК  5262197. PMID  19389999.
  57. ^ Градинару В., Могри М., Томпсон К. Р., Хендерсон Дж. М., Дейссерот К. (апрель 2009 г.). «Оптическая деконструкция нейронной схемы паркинсонизма». Наука. 324 (5925): 354–9. CiteSeerX  10.1.1.368.668. Дои:10.1126 / science.1167093. ЧВК  6744370. PMID  19299587.
  58. ^ Кравиц А.В., Фриз Б.С., Паркер П.Р., Кей К., Твин М.Т., Дейссерот К., Крейцер А.С. (июль 2010 г.). «Регулирование паркинсонического моторного поведения оптогенетическим контролем контуров базальных ганглиев». Природа. 466 (7306): 622–6. Дои:10.1038 / природа09159. ЧВК  3552484. PMID  20613723.
  59. ^ Ли Дж. Х., Дюран Р., Градинару В., Чжан Ф., Гошен И., Ким Д. С., Фенно Л. Е., Рамакришнан К., Дейссерот К. (июнь 2010 г.). «Глобальные и локальные сигналы фМРТ, управляемые нейронами, оптогенетически определяемыми типом и связью». Природа. 465 (7299): 788–92. Дои:10.1038 / природа09108. ЧВК  3177305. PMID  20473285.
  60. ^ а б Kätzel D, Zemelman BV, Buetfering C, Wölfel M, Miesenböck G (январь 2011 г.). «Колоннарная и ламинарная организация тормозных связей с возбуждающими клетками неокортекса». Nat. Неврологи. 14 (1): 100–7. Дои:10.1038 / nn.2687. ЧВК  3011044. PMID  21076426.
  61. ^ Ван Х, Пека Дж., Мацузаки М., Мацузаки К., Ногучи Дж., Цю Л., Ван Д., Чжан Ф., Бойден Е., Дейссерот К., Касаи Х., Холл WC, Фэн Дж., Августин Дж. Дж. (Май 2007 г.). «Высокоскоростное картирование синаптических связей с использованием фотостимуляции у трансгенных мышей Channelrhodopsin-2». Proc. Natl. Акад. Sci. СОЕДИНЕННЫЕ ШТАТЫ АМЕРИКИ. 104 (19): 8143–8. Дои:10.1073 / pnas.0700384104. ЧВК  1876585. PMID  17483470.
  62. ^ Моханти С.К., Райншайд Р.К., Лю X, Окамура Н., Красиева Т.Б., Бернс М.В. (октябрь 2008 г.). «Углубленная активация возбудимых клеток, сенсибилизированных каналом родопсином 2, с высоким пространственным разрешением с использованием двухфотонного возбуждения с помощью лазерного микропучка ближнего инфракрасного диапазона». Биофиз. J. 95 (8): 3916–26. Дои:10.1529 / biophysj.108.130187. ЧВК  2553121. PMID  18621808.
  63. ^ Рикгауэр Дж. П., Танк DW (сентябрь 2009 г.). «Двухфотонное возбуждение канала родопсина-2 при насыщении». Proc. Natl. Акад. Sci. СОЕДИНЕННЫЕ ШТАТЫ АМЕРИКИ. 106 (35): 15025–30. Дои:10.1073 / pnas.0907084106. ЧВК  2736443. PMID  19706471.
  64. ^ Андрасфалви Б.К., Земельман Б.В., Тан Дж., Вазири А. (июнь 2010 г.). «Двухфотонный одноклеточный оптогенетический контроль нейрональной активности с помощью скульптурного света». Proc. Natl. Акад. Sci. СОЕДИНЕННЫЕ ШТАТЫ АМЕРИКИ. 107 (26): 11981–6. Дои:10.1073 / pnas.1006620107. ЧВК  2900666. PMID  20543137.
  65. ^ Райнер А., Исаков Е.Ю. (октябрь 2013 г.). «Премия Brain Prize 2013: революция в оптогенетике». Тенденции в неврологии. 36 (10): 557–60. Дои:10.1016 / j.tins.2013.08.005. PMID  24054067.

дальнейшее чтение

внешняя ссылка